Отримання фертильних рослин-регенерантів соняшнику (Helianthus annuus L.) шляхом органогенезу in vitro

Автор(и)

  • Вікторія Олегівна Бабич Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН, Україна https://orcid.org/0000-0002-1022-9250
  • Оксана Іванівна Варченко Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН, Україна https://orcid.org/0000-0003-1534-1716
  • Ірина Сергіївна Гнатюк Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН, Україна https://orcid.org/0000-0002-0377-4242
  • Микола Вікторович Кучук Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН, Україна https://orcid.org/0000-0001-7365-7474
  • Мирослав Федорович Парій Всеукраїнський науковий інститут селекції, Україна https://orcid.org/0000-0001-9877-2241
  • Юрій Вікторович Симоненко Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН, Україна https://orcid.org/0000-0002-5597-3315

DOI:

https://doi.org/10.33730/2077-4893.4.2020.219452

Анотація

Соняшник (Helianthus annuus L.) є однією з основних олійних культур у світі та безперечно однією з важких культур для культивування в умовах in vitro. Наразі не існує жодного зареєстрованого сорту (клона, лінії, гібрида, популяції) трансгенного соняшнику. Однією з основних проблем при створенні трансгенних рослин є розробка ефективної системи регенерації in vitro, що дасть змогу отримувати морфологічно типові фертильні рослини–регенеранти. Відомо, що регенераційну здатність соняшнику можна досліджувати двома шляхами: соматичним ембріогенезом та прямим органогенезом. Завдяки різному співвідношенню регуляторів росту, таких як ауксин та цитокінін, є можливість впливати на частоту регенерації з різних типів тканин. Так, за високих концентрацій ауксинів та низьких концентрацій цитокінінів є можливість індукувати регенерацію коренів. А для індукції регенерації пагонів краще використати високі концентрації цитокініну та низькі концентрації ауксинів. Однак, знаючи різні підходи та методи культивування соняшнику в культурі регенерації in vitro, на сьогодні не існує універсального протоколу, що підходив для всіх генотипів соняшнику. Саме тому метою нашої роботи було дослідити регенераційну здатність ліній соняшнику та розробити ефективну систему, що в подальшому буде використано для генетичних досліджень із метою покращення господарсько-цінних ознак. У цій роботі представлені дослідження щодо регенерації 4-х комерційних ліній соняшнику (Helianthus annuus L.) української селекції шляхом органогенезу. Як експлантати використовували сім’ядолі незрілого насіння (21 день після запилення). Індукцію та проліферацію адвентивних бруньок тестували на базовому середовищі з різними концентраціями регуляторів росту. Було встановлено, що оптимальним живильним середовищем для індукції та проліферації адвентивних бруньок є модифіковане середовище MS, доповнене вітамінами за Gamborg, 5 мг/л AgNO3, 2 мг/л 2–isopentenyladenine (2–iP), 0,5 мг/л indole–3–acetic acid (IAA), 0,1 мг/л thidiazuron (TDZ). Елонгацію адвентивних пагонів здійснювали на модифікованому живильному середовищі MS, доповненому вітамінами за Gamborg, 5 мг/л AgNO3, 1 мг/л 2–іP, 0,5 мг/л N6–benzylaminopurine (BAP). Розроблено ефективну систему укорінення в культурі in vitro. Вдалося адаптувати укорінені рослини–регенеранти до септичних умов, що дало змогу отримати насіння.

Біографії авторів

Микола Вікторович Кучук, Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН

доктор біологічних наук, професор

Мирослав Федорович Парій, Всеукраїнський науковий інститут селекції

кандидат біологічних наук

Юрій Вікторович Симоненко, Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН

кандидат біологічних наук

Посилання

Melnyk, C.W. & Meyerowitz, E.M. (2015). Plant grafting. Current Biology, 25, 5, 183–188 [іn English].

Haberlandt, G., Laimer, M. & Rücker, W. (eds.) (2003). Cultirversuche mit isolierten Pflanzenzellen. Plant tissue culture [іn German].

Skoog, F. & Miller, C.O. (1957). Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultures in vitro. Symposia of the Society for Experimental Biology, 11, 118–131 [іn English].

Steward, F.C., Mapes, M.O. & Mears, K. (1958). Growth and organized development of cultured cells. II. Organization in cultures grown from freely suspended cells. American Journal of Botany, 45, 10, 705–708 [іn English].

George, E.F., Hall, M.A. & De Klerk G.-J. (2008). Plant propagation by tissue culture. The Background, 1, 283–333 [іn English].

Bhaskaran, S. & Smith, R.H. (1990). Regeneration in cereal tissue culture: a review. Crop Science, 30, 6, 1328–1337 [іn English].

Ikeuchi, M., Ogawa, Y., Iwase, A. & Sugimoto, K. (2016). Plant regeneration: cellular origins and molecular mechanisms. Development, 143, 9, 1442–1451 [іn English].

Mohamed, S., Boehm, R. & Schnabl, H. (2006). Stable genetic transformation of high oleic Helianthus annuus L. genotypes with high efficiency. Plant Science, 171, 5, 546–554 [іn English].

Moghaddasi, M.S. (2011). Sunflower tissue culture. Advances in Environmental Biology, 5, 4, 746–755 [іn English].

Hicks, G.S. (1980) Patterns of organ development in plant tissue culture and the problem of organ determination. The Botanical Review, 46, 1, 1–23 [іn English].

Bigot, C., Ohki S. & Mousseau J. (1977). Experimental data for a strategy of the improvement of the shoot — forming capacity in vitro. Acta Horticulturae, 78, 125–132 [іn English].

Nestares, G., Zorzoli, R., Mroginski, L. & Picardi, L. (2002). Heritability of in vitro plant regeneration capacity in sunflower. Plant Breeding, 121(4), 366–368 [іn English].

Tarek, H., Françoise, J., Gilbert, A. & Jean, K. (2003). A new approach for efficient regeneration of a recalcitrant genotype of sunflower (Helianthus annuus L.) by organogenesis induction on split embryonic axes. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 73, 81–86 [іn English].

Zhang, Z., & Finer, J.J. (2016). Use of cytokinin pulse treatments and micrografting to improve sunflower (Helianthus annuus L.) plant recovery from cotyledonary tissues of mature seeds. In Vitro Cellular and Developmental Biology — Plant, 52(4), 391–399 [іn English].

Nowakowska, M. et al. (2020). In Vitro Propagation of an Endangered Helianthus Verticillatus by Axillary Bud Proliferation. Plants, 9(6), 712 [іn English].

Qi, Y.–K. et al. (2018). Research on axillary bud tissue culture and plant regeneration system of ornamental sunflower. Acta Agriculturae Jiangxi, 30, 11, 19–22 [іn English].

Kim, M.-J. et al. (2016). Highly efficient plant regeneration and Agrobacterium-mediated transformation of Helianthus tuberosus L. Industrial Crops and Products, 83, 670–679 [іn English].

Murashige, T. & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15, 3, 473–497 [іn English].

Gamborg, O.L., Miller, R.A. & Ojima K. (1968). Nutrient requirement of suspensions cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research, 50, 1, 151–158 [іn English].

Sujatha, M. et al. (2012). Combination of thidiazuron and 2-isopentenyladenine promotes highly efficient adventitious shoot regeneration from cotyledons of mature sunflower (Helianthus annuus L.) seeds. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 111, 3, 359–372 [іn English].

Fiore, M.C., Trabace, T. & Sunseri F. (1997). High frequency of plant regeneration in sunflower from cotyledons via somatic embryogenesis. Plant Cell Reports, 16, 5, 295–298 [іn English].

Lucas, O., Kallerhoff J. & Alibert G. (2000). Production of stable transgenic sunflowers (Helianthus annuus L.) from wounded immature embryos by particle bombardment and co-cultivation with Agrobacterium tumefaciens. Molecular Breeding, 6, 5, 479–487 [іn English].

##submission.downloads##

Опубліковано

2020-12-17

Номер

Розділ

БІОЛОГІЯ